2024, Vol. 64
表1(Table 1)
细菌不饱和脂肪酸合成研究进展
http://dx.doi.org/10.13343/j.cnki.wsxb.20230379
中国科学院微生物研究所，中国微生物学会
中国科学院微生物研究所，中国微生物学会
文章信息
- 余永红, 马建荣, 张源寅, 鄢明峰, 张文彬. 2024
- YU Yonghong, MA Jianrong, ZHANG Yuanyin, YAN Mingfeng, ZHANG Wenbin.
- 细菌不饱和脂肪酸合成研究进展
- Advances in synthesis of unsaturated fatty acids in bacteria
- 微生物学报, 64(1): 14-29
- Acta Microbiologica Sinica, 64(1): 14-29
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文章历史
- 收稿日期：2023-05-31
- 网络出版日期：2023-09-07
引用本文 |
余永红, 马建荣, 张源寅, 鄢明峰, 张文彬. 细菌不饱和脂肪酸合成研究进展[J]. 微生物学报, 2024, 64(1): 14-29.
Yu Yonghong, Ma Jianrong, Zhang Yuanyin, Yan Mingfeng, Zhang Wenbin. Advances in synthesis of unsaturated fatty acids in bacteria[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2024, 64(1): 14-29.
细菌不饱和脂肪酸合成研究进展
1. 广东食品药品职业学院, 广东 广州 510520;
2. 华南农业大学生命科学学院 广东省农业生物蛋白质功能与调控重点实验室, 广东 广州 510642
2. 华南农业大学生命科学学院 广东省农业生物蛋白质功能与调控重点实验室, 广东 广州 510642
摘要：脂肪酸不仅是细菌细胞膜组分，还是许多生物活性物质的合成原料。不饱和脂肪酸(unsaturated fatty acid, UFA)具有更低的相变温度，是细菌调节细胞膜流动性的重要分子，因此UFA合成途径是重要的抗菌药物筛选靶点。细菌可利用厌氧途径合成UFA，其中模式生物大肠杆菌利用经典的FabA-FabB途径合成UFA，但不同细菌中UFA合成的厌氧途径具有多样性，相关催化酶类也不尽相同；细菌还可以利用需氧途径合成UFA，利用脂肪酸脱饱和酶直接将饱和脂肪酸(saturated fatty acid, SFA)转化为不饱和脂肪酸，而不同脱饱和酶会生成不同结构的UFA，在逆境耐受、致病力等多方面发挥重要作用；细菌还可以利用单加氧酶，将脂肪酸合成途径中癸酰酰基载体蛋白(acyl carrier protein, ACP)转化为顺-3-癸烯酰ACP，并最终合成UFA。细菌脂肪酸合成相关的其他酶类在UFA合成或不同种类UFA调节中也发挥着重要作用。本文系统地总结了细菌UFA合成途径与相关酶类的多样性研究进展，旨在为进一步了解细菌UFA合成机制，并以此为靶点开发抗菌药物等方面提供理论支撑。
关键词：脂肪酸合成 不饱和脂肪酸 厌氧途径 需氧途径
Advances in synthesis of unsaturated fatty acids in bacteria
1. Guangdong Food and Drug Vocational College, Guangzhou 510520, Guangdong, China;
2. Guangdong Provincial Key Laboratory of Protein Function and Regulation in Agricultural Organisms, College of Life Sciences, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, Guangdong, China
2. Guangdong Provincial Key Laboratory of Protein Function and Regulation in Agricultural Organisms, College of Life Sciences, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, Guangdong, China
Abstract: Fatty acids are not only the components of cell membrane but also the raw materials for the synthesis of bioactive molecules. Unsaturated fatty acids (UFAs) with low phase-transition temperatures are essential molecules for bacteria to regulate cell membrane fluidity. Therefore, the synthetic pathways of UFAs are key targets for the screening of antibacterial agents. Bacteria can adopt the anaerobic pathway to synthesize UFAs. For example, Escherichia coli, a model organism, synthesizes UFAs via the classic FabA-FabB pathway. However, the anaerobic pathways for the synthesis of UFAs vary in different bacteria, and the catalytic enzymes are also different. Bacteria can synthesize UFAs via aerobic pathways, in which fatty acid desaturase directly converts saturated fatty acids (SFAs) into UFAs. Different desaturases introduce double bond to form UFAs with different structures, which play roles in stress responses, pathogenicity and other aspects. Other enzymes involved in the synthesis of fatty acids can also participate in the synthesis of UFAs or regulation of different UFAs. Some bacteria can use monooxygenase to convert capryl-ACP (acyl carrier protein) in the fatty acid synthesis pathway into cis-3-decenyl ACP to synthesize UFAs. We comprehensively reviewed the research progress in the synthesis of UFAs in bacteria, aiming to provide theoretical support for deciphering the mechanism of bacterial synthesis of UFAs and developing the targeted antibacterial drugs.
Keywords:
fatty acid synthesis unsaturated fatty acids (UFAs) anaerobic pathway aerobic pathway
脂肪酸(fatty acid, FA)是所有生物体必需的基础物质，也是细胞膜的主要成分。细菌能合成多种组分的脂肪酸，包括饱和脂肪酸(saturated fatty acid, SFA)，如软脂酸(C16:0)和硬脂酸(C18:0)；不饱和脂肪酸(unsaturated fatty acid, UFA)，如棕榈油酸(Δ9-C16:1)、油酸(Δ9-C18:1)和顺型异油酸(Δ11-C18:1)[1]；支链脂肪酸，如异构十五烷酸(iso-C15:0)和反异构十五烷酸(anteiso-C15:0)[2]；羟基脂肪酸，如3-羟基肉豆蔻酸(3-OH-C14:0)等[3]。
与真核生物不同，细菌采用Ⅱ型脂肪酸合成(fatty acid synthesis Ⅱ, FAS Ⅱ)系统合成脂肪酸，由酰基载体蛋白(acyl carrier protein, ACP)携带不同的脂酰基团，经过聚合、还原、脱水和再还原后，从头合成脂肪酸，而FAS Ⅱ系统的酶系被认为是重要的抗菌药物筛选靶标群[4]。细菌合成的脂肪酸不仅是细胞膜的组成成分，还具有多方面的生物学功能。3-羟基脂肪酸是革兰阴性菌中外膜类脂A的合成前体，而细菌类脂A能引起多种致病效应，被免疫细胞识别为病原体相关分子[5]。细菌脂肪酸合成系统的中间代谢产物是革兰阴性菌群体感应AHL、DSF家族信号分子合成的前体[6]。细菌脂肪酸还为其他活性分子的合成提供前体，如硫辛酸(lipoic acid)[7]、生物素(biotin)[8]、聚羟基脂肪酸脂(polyhydroxyalkanoat, PHA)[9]和鼠李糖酯[10]等。
流动性是细胞膜的重要特征，其中细胞膜磷脂分子的脂肪酸链种类以及比例是影响细胞膜流动性的重要因素。细菌细胞通过调节脂肪酸的种类和组成，维持细胞膜稳定，保持细胞膜功能正常运行，适应不同逆境生长[11]。不饱和脂肪酸(unsaturated fatty acid, UFA)具有较低的相变温度，是细菌调节细胞膜流动性的重要分子，也被认为是细菌维持正常膜结构和细胞功能的必需原料，而UFA合成途径的相关酶类是开发抗菌药物的重要靶标，在药物研发中具有巨大的潜力[12]。为此，本文将对细菌中UFA合成研究进展进行综述。
1 厌氧性途径合成不饱和脂肪酸以大肠杆菌(Escherichia coli)为模式生物，对Ⅱ型脂肪酸合成系统的研究已经相当深入。大肠杆菌脂肪酸合成包括起始反应和循环反应两个阶段：起始反应由乙酰辅酶A羧化酶(acetyl-CoA carboxylase, Acc ABCD)、丙二酸单酰辅酶A: ACP转酰基酶(malonyl-CoA: ACP transacylase, FabD)和3-酮脂酰ACP合成酶Ⅲ (3-ketoacyl-ACP sythetase Ⅲ, FabH)分步负责催化，生成3-酮基丁酰ACP，而后进入循环反应；循环反应分4步，由3-酮脂酰ACP合成酶Ⅰ或Ⅱ (3-ketoactyl-ACP synthetase, FabB或FabF)、3-酮脂酰ACP还原酶(3-ketoactyl-ACP reductase, FabG)、3-羟基癸脂酰ACP脱水酶(3-hydroxyacyl-ACP dehydratase, FabA或FabZ)、烯酰ACP还原酶(enoyl-ACP reductase, FabI)分别连续催化，生成脂酰ACP进入新的循环反应[13]。每一次循环脂酰碳链增加2个碳原子，最终生成含16–18个碳原子的长链脂酰ACP (图 1)[13]。
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| 图 1 大肠杆菌中饱和脂肪酸与不饱和脂肪酸合成 Figure 1 Saturated and unsaturated fatty acids synthesis in Escherichia coli. |
1.1 经典的FabA-FabB途径
Bloch等在研究丁酸梭菌(Clostridium butyricum)脂肪酸合成时，提出其不饱和脂肪酸合成是饱和脂肪酸合成的分支反应，且分支点为羟基癸酸，该观点在大肠杆菌中得到证实[13]。大肠杆菌采用厌氧途径合成不饱和脂肪酸，其FabA和FabB是该途径的关键酶(统称为FabA-FabB途径)[13]。脂肪酸合成循环反应生成的3-羟基癸脂酰ACP，部分被FabA催化脱水并异构化，生成顺-3-癸烯脂酰ACP，但该产物不能被烯脂酰ACP还原酶FabI催化，而后在3-酮脂酰ACP合成酶Ⅰ (FabB)催化下，与丙二酸单酰ACP聚合，生成3-酮基-顺-5-十二碳烯脂酰ACP，进一步被FabG催化后进入循环反应，最终保留双键形成棕榈油酸(Δ9-C16:1)或顺型异油酸(Δ11-C18:1) (图 2A)[14]。
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| 图 2 大肠杆菌利用FabA-FabB途径合成不饱和脂肪酸[14-16] Figure 2 The FabA-FabB pathway for unsaturated fatty acids synthesis in Escherichia coli[14-16]. A: FabA-FabB pathway. B: Crystal structure of E. coli FabA. The active site (His70) is shown in pink color. C: Crystal structure of E. coli FabB. The active sites (Cys163-His298-His333) are shown in pink color. |
大肠杆菌中含有两种3-羟脂酰ACP脱水酶：FabA和FabZ，都能催化脱水反应。但FabA还具有异构酶功能，能将生成的反-2-癸烯酰ACP生成顺-3-癸烯酰ACP，使双键不能被还原而最终形成UFA[17]。在疏水作用和氢键作用下，大肠杆菌FabA (PDB: 1MKA)形成同型二聚体，每个亚基中7个反向平行的β折叠围绕5个疏水的α螺旋形成经典的β+α “热狗”结构[15]。FabA中70位组氨酸(His70)为活性关键位点，而69位半胱氨酸(Cys69)对催化活性有重要作用(图 2B)；由于活性口袋大小正好适合3-羟基癸脂酰ACP，FabA对该底物具有最高的催化活性[18]。而在催化过程中，FabA的关键天冬氨酸残基(Asp84)对脂酰基团中4位碳(C4)去质子化，将反式-2-癸烯脂酰ACP生成顺式-3-癸烯脂酰ACP。与FabA不同，FabZ对短链以及长链的饱和与不饱和的3-羟脂酰ACP都具有脱水酶活性，结构中具有3-羟脂酰ACP脱水酶2个保守的α螺旋结构。
大肠杆菌编码3种3-酮脂酰ACP合成酶Ⅰ (FabB)、Ⅱ (FabF)和Ⅲ (FabH)，其中fabF、fabH位于保守的脂肪酸合成基因簇中，而fabB与fabA独立存在。FabH催化乙酰CoA与丙二酸单酰ACP聚合，完成脂肪酸合成起始[19]。而FabB/FabF在循环反应中催化脂酰ACP与丙二酸单酰ACP缩合，完成脂肪酸链延伸。虽然FabB/FabF在催化饱和脂肪酸合成中功能类似，但两者在不饱和脂肪酸合成中功能不同，FabB能以顺-3-癸烯酰ACP为底物，将其延伸为长链的不饱和脂酰ACP，也是不饱和脂肪酸合成的关键酶，而FabF负责将棕榈油酰ACP (C16:1)转化成顺-11-十八烯酰ACP[20]。FabB/FabF/FabH三者的蛋白结构较为类似，均为αβαβα型同源二聚体结构，但FabB (PDB ID: 1G5X)/FabF (PDB ID: 2GFY)的活性催化中心为Cys-His-His，FabH (PDB ID: 2GFW)的催化中心为Cys-His-Asn，活性口袋差异可能与不同底物识别机制有关(图 2C)[16]。
虽然FabA和FabB都是UFA合成关键酶，但在大肠杆菌中过表达fabA不能提高UFAs含量，相反提高膜磷脂中SFA含量，说明FabA不是UFA合成的限速酶；而过表达fabB后膜磷脂中Δ11-C18:1含量增加，UFA比例也提高，因此大肠杆菌中FabA/FabB比例直接影响其SFA/UFA比例[21]。
许多细菌也利用FabA-FabB途径合成UFA。苜蓿中华根瘤菌(Sinorhizobium meliloti)编码的SmFabA-SmFabB与大肠杆菌FabA-FabB具有较高的序列一致性(> 60%)和类似的催化活性中心，能分别互补大肠杆菌fabA和fabB温度敏感突变株在非允许温度(42 ℃)下生长，恢复UFA合成，体外活性分析发现SmFabA具有脱水异构酶活性，而SmFabB具有3-酮脂酰ACP合成酶Ⅰ活性，但不能获得SmfabA和SmfabB的基因敲除突变株，证明FabA-FabB是苜蓿中华根瘤菌中UFA合成的关键途径[22]。铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa)中PafabA-PafabB能分别互补大肠杆菌fabA-fabB突变株，且在厌氧培养条件下，铜绿假单胞菌fabA-fabB突变株为UFA营养缺陷型，证明该途径在UFA合成中的重要性；但与大肠杆菌不同，PafabA-PafabB形成共转录操纵子[21]。Dong等报道恶臭假单胞菌(Pseudomonas putida)基因组也编码fabA-fabB操纵子，转录分析还发现fabA内部还含有fabB的启动子，但其活性只有fabA启动子的14%，恶臭假单胞菌fabA和fabB基因敲除株需要添加UFA才能恢复生长，证明FabA-FabB途径在UFA合成中也发挥关键作用[23]。
野油菜黄单胞菌(Xanthonmonas campestris pv. campestris)基因组中也含有fabA-fabB操纵子，XccfabA-XccfabB都能异体遗传互补大肠杆菌fabA-fabB突变菌株，恢复UFA合成，体外检测XccFabA-XccFabB也都具有催化UFA合成的活性，但XccfabA和XccfabB敲除突变株都能正常生长，且UFA合成基本不受影响，但改变了群体感应信号分子扩散信号因子(diffusible signal factor, DSF)产量，说明野油菜黄单胞菌中FabA-FabB不是UFA合成的关键途径，而采用未知的新途径合成UFA[24]。
1.2 FabA-FabB类似途径随着研究的深入，研究者发现FabA-FabB途径仅存在于变形菌门(Proteobacteria)的α和γ类群中，利用生物信息学方法同源比对发现，在许多革兰阳性菌的基因组中不能找到大肠杆菌FabA和(或) FabB的同源序列，说明这些细菌利用不同的酶(系)合成UFA。
革兰阳性菌粪肠球菌(Enterococcus faecalis)采用FabN-FabO/FabF途径合成UFA，其中FabN的氨基酸序列与大肠杆菌FabZ序列一致性超过70%，也形成六聚体结构，但FabN活性与大肠杆菌FabA类似，不仅具有脱水酶活性，还具有异构酶活性，为UFA合成关键酶[25]。而粪肠球菌中2个3-酮脂酰ACP合成酶编码基因fabO和fabF都能异体互补大肠杆菌fabB突变株，体外实验也证明FabO和FabF能催化顺-3-癸烯酰ACP与丙二酸单酰ACP聚合反应，并保留不饱和键最终生成Δ9-C16:1，而fabO或fabF敲除都显著降低UFA产量(图 3A)[26]。
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| 图 3 不同厌氧途径合成不饱和脂肪酸 Figure 3 The different anaerobic pathways for UFA synthesis. A: Enterococcus faecalis. B: Streptococcus pneumoniae. C: Aerococcus viridans. |
肺炎链球菌(Streptococcus pneumoniae)基因组中不含有fabA同源基因，但编码异构酶FabM，将FabZ催化生成的反-2-癸脂酰ACP异构化为顺-3-癸脂酰ACP，并在FabF催化下进一步延伸生成UFA，因此肺炎链球菌利用FabZ-FabM-FabF途径合成UFA[27]。类似结果在变形链球菌(Streptococcus mutans)也有报道，fabM突变株不能合成UFA，生长速度变慢，对酸性条件的敏感性显著增加，细胞膜通透性降低，但培养基中添加UFA或回补fabM都能恢复ΔfabM突变株的生长缺陷，证明FabM在UFA合成中发挥关键作用(图 3B)[28]。
绿色气球菌(Aerococcus viridans)基因组中仅有一个fabA/fabZ的同源基因fabQ，而FabQ具有脱水与异构双功能酶活性，可将3-羟基月桂酰ACP脱水、异构生成顺-3-月桂烯酰ACP，进一步在FabF催化下生成UFA (图 3C)[29]。FabQ可催化多种链长的3-羟基脂酰ACP，在大肠杆菌FabB催化下聚合延伸，生成多不饱和脂肪酸，为在细菌中合成多不饱和脂肪酸提供了可能途径[29]。在希瓦氏菌(Shewanella oneidensis)中SoFabB具有3-酮脂酰ACP合成酶Ⅰ的活性，负责不饱和脂肪酸的合成，但SoFabB还有延伸棕榈油酰ACP形成顺-11-十八烯酰ACP的能力，表现出3-酮脂酰ACP合成酶Ⅱ的活性，且过表达SofabB对细菌生长有明显的抑制[30]。另外，SoFabF1也具有3-酮脂酰ACP合成酶Ⅰ和Ⅱ的双重活性，在ΔSofabB菌株中，SofabF1表达水平显著提高，SoFabF1催化UFA合成[31]。
淋病奈瑟菌(Neisseria gonorrhoeae)中UGO_1024 (ufaA)在厌氧条件下诱导表达，该基因突变株在有氧条件下能正常生长，但在厌氧条件下不能生长，而添加UFA能恢复生长，表明UfaA在厌氧条件下参与UFA合成，且淋病奈瑟菌可利用有氧途径和厌氧途径合成UFA。UfaA与大肠杆菌FabA无同源性，细菌中UFA合成途径相关基因(如fabA、fabB、fabM)都不能恢复ufaA突变株在厌氧条件下生长，而ufaA同源基因在不含fabA基因的厌氧菌或兼性厌氧菌中广泛存在，表明UfaA可能参与独特的UFA合成厌氧途径[32]。
2 需氧性途径合成不饱和脂肪酸 2.1 脱饱和酶途径脂肪酸脱饱和酶(fatty acid desaturase, FAD)可对不同底物引入双键，将饱和脂肪酸转变为不饱和脂肪酸，同时消耗氧分子(O2)和还原力NADPH、NADH[33]。FAD普遍存在，可分为可溶型和膜结合型。可溶型FAD以脂酰ACP为底物，也称为脂酰ACP脱饱和酶，主要存在于高等植物中，含有保守的[(D/E)X2H]2结构域，与氧分子和2个铁离子形成活性复合物，专一性将硬脂酸(C18:0)催化生成油酸(Δ9-C18:1)；而膜结合型FAD主要存在于细菌和高等真核生物中，又可分为脂酰-脂脱饱和酶和脂酰CoA脱饱和酶[34]。膜结合型FAD以铁氧化蛋白或细胞色素b5作为电子供体，含有4个跨膜区域和3个富含组氨酸残基的保守序列HX3-4H、HX2-3HH和H/QX2-3HH (H为组氨酸，X为任意氨基酸，Q为谷氨酰胺)[35]。
通过异体互补大肠杆菌突变株，Aguilar等最早在枯草芽孢杆菌(Bacillus subtilis)中克隆到FAD编码基因des[36]。Des含有3个保守的活性位点，在脂肪酸的C5和C6之间生成双键，为Δ5-脱饱和酶[37]。枯草芽孢杆菌des突变株在不同温度都不产生UFA，但des在低温时高表达，为冷诱导型脱饱和酶[36]。铜绿假单胞菌主要利用保守的FabA-FabB途径合成UFA外，还具有2条脱饱和酶途径(DesA途径和DesB途径)[38]。其中DesA作用于膜磷脂的sn-2位置棕榈酸(C16:0)产生顺-9-十六烯酸(Δ9-C16:1)，而DesB以游离的硬脂酰辅酶A (C18:0-CoA)为底物，脱饱和生成十八碳酰辅酶A (C18:1-CoA)，并通过酰基甘油磷酸转移酶(PlsB/C)进入细胞膜，desB的表达受转录因子DesT抑制[38]。虽然铜绿假单胞菌中DesB不是UFAs合成关键酶，但desB突变株中蛋白酶、绿脓菌素和鼠李糖脂产量显著下降，对NaCl耐受性下降，同时运动性和致病力都显著降低，因此DesB不仅是脂肪酸脱饱和酶，还调节铜绿假单胞菌的致病能力，并影响菌体对渗透压的适应性[39-40]。
鲍曼不动杆菌(Acinetobacter baumannii)为严格需氧菌，不能利用厌氧途径合成UFA，但编码2个脂酰CoA脱饱和酶DesA和DesB，且两者与铜绿假单胞菌中DesA和DesB有较高的序列一致性。鲍曼不动杆菌desB突变株生长变慢，ΔdesA生长速率也显著降低，而ΔdesAΔdesB完全不能生长，但添加油酸都能恢复3种敲除突变株生长，证明DesA和DesB在UFA合成中都发挥重要作用。ΔdesB中C18:0升高了46%，而Δ9-C18:1产量则相应显著下降，而ΔdesA中Δ9-C16:1含量下降了12%，表明DesB和DesA具有底物选择特异性[41]。动物实验发现，desB敲除不影响菌株在呼吸系统定殖，但DesB在侵袭性疾病中发挥功能，而DesA在支气管肺泡定殖中发挥重要作用；转录因子DesT可直接与desB启动子区结合，阻遏desB表达，调节UFA含量[41]。
苜蓿中华根瘤菌(S. meliloti)中脱饱和酶DesA可对SFA脱饱和生成Δ9-C16:1和Δ11-C18:1；SmdesA突变不影响菌体的脂肪酸组成，但会显著降低菌体在低温和高盐条件下生长速率以及与紫花苜蓿共生结瘤的能力，说明SmDesA虽不是UFA合成关键酶，但在应对逆境胁迫和共生结瘤中具有重要的生物学功能[42]。茄科雷尔氏菌(Ralstonia solanacearum)中DesA虽参与UFA合成，但也不是关键途径[43]。
蜡状芽孢杆菌(Bacillus cereus)在低温培养条件下产生大量UFA，其基因组编码2个脱饱和酶DesA(Δ5)和DesB(Δ10)，其中DesA可利用铁氧还蛋白和黄素氧还蛋白作为电子受体，而DesB以黄素氧还蛋白作为电子受体，低温可诱导desA和desB表达[44]。耐冷菌假单胞菌(Pseudomonas sp.) A8在低温时(4 ℃)产生大量UFA (主要组分为Δ9-C18:1)，其基因组中含有Δ9-脱饱和酶编码基因PA8FAD9；在大肠杆菌中过表达PA8FAD9后，棕榈油酸(Δ9-C16:1)产量显著提高，也可将体外添加的硬脂酸(C18:0)转化为油酸(Δ9-C18:1)[45]。恶臭假单胞菌也编码Δ9-脱饱和酶DesA，在大肠杆菌中表达desA可显著提高UFA含量，并提高膜的流动性；当在培养基中添加阳离子去污剂时，恶臭假单胞菌的DesA活性下降，UFA产量也显著下降，也说明DesA在UFA合成中发挥重要作用[46]。
虽然可溶性FAD的晶体结构(如Mycobacterium tuberculosis H37Rv DesA2)已被揭示，但膜结合型FAD的晶体结构报道较少，包括鼠源硬脂酰CoA脱饱和酶(PDB ID: 4YMK)和人源硬脂酰CoA脱饱和酶(PDB ID: 4ZYO)，而细菌来源的膜结合型FAD结构还未见报道。Garba等利用同源建模和对接方法，对假单胞菌(Pseudomonas sp.) A8中Δ9-脱饱和酶结构进行了预测，结果显示，与动物来源的FAD含有4个跨膜区域(transmembrane, TM)不同，该蛋白只含有TM1 (Leu13-Leu33)、TM2 (Leu135-Ile159)和TM3 (Met162-Tyr181) 3个跨膜区域(图 4A)；但与已知的膜结合型FAD类似，该酶具有3个保守的富含组氨酸基序(motif)，分别为基序1 (His34、His39)、基序2 (His71、His74、His75)和基序3 (His206、His209、His210)，且均为催化活性必需氨基酸(图 4B)[47]。
2.2 单加氧酶途径
幽门螺杆菌(Helicobacter pylori)利用UFA调节膜的结构与功能，但其基因组中没有厌氧途径合成UFA的关键酶编码基因，也没有需氧途径中脱饱和酶编码基因。Bi等分析发现，幽门螺杆菌基因组中HP0773 (FabX)与淋病奈瑟菌中UfaA具有同源性(氨基酸序列一致性为31%)，而过表达fabX虽然不能恢复大肠杆菌fabA突变株HW8的正常生长，但放射性标记实验发现互补菌株能合成少量的棕榈油酸(Δ9-C16:1)和异油酸(Δ11-C18:1)，证明FabX能催化UFA合成[48]。在大肠杆菌fabA突变株HW8中同时表达fabX和哈氏弧菌(Vibrio harveyi)来源的脂酰ACP合成酶(AasS)基因，可利用辛酸(C8:0)和癸酸(C10:0)合成长链SFA和UFA (Δ9-C16:1和Δ11-C18:1)，但添加月桂酸(C12:0)时只能合成长链SFA[48]。体外活性也证明，FabX对癸酰ACP的催化活性是辛酰ACP的2倍，而对癸酰CoA、己酰ACP和月桂酰ACP的催化活性很弱[49]。以黄素单核苷酸(flavin mononucleotides, FMN)为辅因子，FabX可催化癸酰ACP脱氢生成反-2-癸烯酰ACP，并异构化生成顺-3-癸烯酰ACP，进一步被FabB催化延伸生成长链UFA (图 5A)；但在厌氧条件下FabX没有催化活性，氧气(O2)是FabX催化脱氢反应的电子受体，在低浓度(3%)时即有较好的催化活性，且活性随着氧气浓度增加而增加[48]。幽门螺杆菌中fabX是生长必需基因，只有先表达大肠杆菌fabA后才能获得fabX敲除突变株[49]。
FabX属于硝基单加氧酶(nitronate monooxygenase, NMO)黄素蛋白家族，含有363个氨基酸[49]。晶体结构显示FabX蛋白(PDB ID: 7E1Q)的N端(1−266位氨基酸)为典型的TIM桶型折叠结构域(包括8个β片层和11个α螺旋)，含有由8个连续的β折叠-α螺旋重复序列组成的FMN辅因子结合核心(图 5B)；FMN以非共价弱作用力结合在FabX的活性口袋中，而182位组氨酸(His182)中2个氮原子与FMN中4个氮原子组成带正电的氧离子洞，可容纳催化反应电子受体氧分子；将His182突变为苯丙氨酸后，FabX催化活性完全丧失，但不影响FMN结合与蛋白稳定性；而His182突变为谷氨酰胺后，不仅催化活性丧失，FMN结合能力和蛋白稳定性都显著下降，因此His182对FabX稳定性、辅因子FMN结合和催化活性都至关重要[49]。
FabX蛋白的C端(267−363位氨基酸)含有[4Fe-4S]簇结合域，由6个α螺旋和2个β折叠组成，4个半胱氨酸残基(Cys300、Cys304、Cys308和Cys320)通过配位键相互作用形成[4Fe-4S]簇，而这4个半胱氨酸突变均引起蛋白质稳定性降低，催化活性降低或完全丧失，因此[4Fe-4S]簇对FabX的催化活性也至关重要[49]。基于FabX与ACP和底物癸酰ACP晶体结构分析，Zhou等推测FabX的催化机制为：(1) 利用静电作用和疏水作用，FabX通过其α7-螺旋识别并结合癸酰ACP底物的α2和α3-螺旋，而后ACP旋转α2螺旋后将癸酰基链部分插入到FabX的活性通道(图 5C)[49]。FabX中His182侧链Nδ1原子亲核攻击癸酰基链C2位氢原子获得一个质子，另一个质子与2个电子转移到辅因子FMN中。其中一个质子/电子对与FMN结合生成FMN·中间体，而另一个电子传递给[4Fe-4S]簇。与此同时，反-2-癸酰ACP中间产物异构生成顺-3-癸酰ACP，并离开FabX；(2) 反应体系中的氧分子进入FabX的活性通道，氧化FMN·生成超氧化物分子，并离开氧离子洞。而后第2个氧分子再被氧离子洞捕获，同时[4Fe-4S]簇中的电子再传递给FMN生成FMN·中间体，并生成第2个超氧化物分子；(3) 氧离子洞中超氧化物分子释放出来，与FMN和His182质子生成过氧化氢(H2O2)分泌到胞外，在致病过程中发挥作用[49]。辅因子FMN和[4Fe-4S]簇恢复到氧化态，而FabX结合癸酰ACP进入新一轮催化[49]。
3 其他酶类对UFA合成的影响 3.1 3-酮脂酰ACP合成酶Ⅱ在大肠杆菌中，3-酮脂酰ACP合成酶Ⅱ (FabF)是脂肪酸合成途径中唯一的非必需蛋白，但fabF突变株的异油酸(Δ11-C18:1)含量下降，而棕榈油酸(Δ9-C16:1)含量上升，证明FabF在从棕榈油酸延伸为异油酸过程中发挥关键作用[50]。大肠杆菌FabF为温度敏感酶类，其催化活性在低温时升高，而高温时降低，以满足细胞膜在不同温度条件下的流动性[19]。
与大肠杆菌类似，厚壁菌门的粪肠球菌基因组也编码类似功能的FabF蛋白，ΔfabF菌株的生长与野生菌类似，但膜磷脂中异油酸(Δ9-C18:1)含量急剧下降，而棕榈油酸(Δ9-C16:1)的含量则显著上升[26]。粪肠球菌中UFA含量随着培养温度升高而降低，但ΔfabF菌株在不同培养温度下(18–42 ℃)，脂肪酸组分没有显著变化，且约70%的组分为棕榈油酸，证明粪肠球菌FabF在调节UFA的不同组分中发挥关键性作用[26]。
3.2 烯脂酰ACP还原酶在细菌FAS Ⅱ循环反应中，烯脂酰ACP还原酶催化反-2-烯脂酰ACP还原，而UFA合成途径中异构酶与烯脂酰ACP还原酶竞争底物，因此烯脂酰ACP还原酶可调节UFA合成。粪肠球菌编码2个烯脂酰ACP还原酶FabI和FabK，ΔfabI为油酸营养缺陷型，而ΔfabK中UFA产量上升[51]。但过表达fabK会阻断UFA合成，也成为油酸营养缺陷型，过表达fabI也会降低UFA合成量，降低菌体生长速率，因此FabK和FabI都会调节UFA合成，但FabK影响更显著[26]。
苜蓿中华根瘤菌也编码2个具有催化活性的烯脂酰ACP还原酶FabI1和FabI2，其中FabI2是脂肪酸合成关键酶，并且促进UFA合成，也是苜蓿中华根瘤菌合成大量UFA的关键酶。而FabI1主要负责SFA合成，可调节菌体脂肪酸的不饱和度，而fabI1突变株生长缓慢，逆境耐受性下降，说明FabI1在菌体的环境适应中发挥重要作用(课题组未发表数据)。
3.3 环丙烷脂肪酸合酶在逆境条件下，许多细菌会通过原位修饰细胞膜脂肪酸组分以满足生长需求，其中将膜磷脂中UFA转化为环丙烷脂肪酸(cyclopropane fatty acid, CFA)是常见机制之一。细菌中CFA主要有3种类型：顺-9, 10-亚甲基棕榈酸、顺-9, 10-亚甲基硬脂酸和顺-11, 12-亚甲基硬脂酸[52]。CFA合成中一碳单位(C1)来源于S-腺苷甲硫氨酸(S-adenosylmethionine, SAM)，而含有UFA的膜磷脂是环丙烷脂肪酸合成酶(CFA synthase, CfaS)底物，通过碳阳离子中间体，打开UFA的双键，最终生成环丙烷环[11]。
碳酸氢根离子(HCO3−)是CfaS催化活性所必需的，而硼酸盐离子为酶活性竞争性抑制剂；不同细菌来源的CfaS都含有HCO3−结合关键位点His-Tyr-Glu，且不同CfaS折叠方式和总体结构高度相似[53]。CfaS单体蛋白含有分子量小的N端结构域和分子量大的C端结构域，两个结构域通过约20个氨基酸残基的柔性连接肽(linker)相连，连接肽删除或者重复都导致酶活性丧失；CfaS生成二聚体才有活性，大肠杆菌来源的CfaS二聚体界面的相互作用由C端的β折叠片层反向平行相互配对形成，而Glu308与Arg361之间形成的盐桥对活性也非常重要[54]。
由于CFA能稳定细胞膜结构，并降低细胞膜通透性，因此CFA含量越高时大肠杆菌耐酸性越好，而Δcfa菌株在pH 7.0至pH 3.0酸性条件下存活率较野生菌低几个数量级，但培养基中添加CFA能恢复Δcfa的酸耐受性[55]。茄科雷尔氏菌中Cfa1 (RSc0776)在低pH和高渗透压的耐受中也发挥重要作用[43]。CFA与细菌的致病力也紧密相关，结核分枝杆菌(M. tuberculosis)中cfaS敲除突变株生长与野生菌无差异，但致病力显著降低，推测环丙烷修饰能逃避宿主免疫系统作用[56]。幽门螺杆菌Δcfa菌株细胞膜的完整性变差，耐酸性条件能力降低，在寄主中定殖能力也显著下降，对抗生素的敏感性增强[57]。相似的结果在肠炎沙门氏菌(Salmonella enterica) Δcfa菌株也有发现，但粪肠球菌失去CFA后致病力没有明显影响[53]。
3.4 顺式-反式脂肪酸异构酶在生长过程中，细菌需要保持细胞膜的流动性以维持其功能。但当遇到不同压力(如温度升高)时，细胞膜的流动性可能会增加，细菌会采用多种机制调节细胞膜的稳态，如将细胞膜磷脂中顺式(cis) UFA转变为反式(trans) UFA[11]。顺式结构会引起脂肪酸链较大角度弯曲，而反式结构不饱和脂肪酸在构象上类似于饱和脂肪酸，排列更加紧密，并降低膜流动性[11]。细菌膜磷脂中UFA的cis-trans转换不依赖于脂肪酸从头合成反应，而是由细菌周质空间蛋白cis-trans异构酶(cis-trans isomerase, Cti)催化，其主要底物为棕榈油酸(Δ9-C16:1)和油酸(Δ9-C18:1)，催化后双键位置不发生改变。Cti为中性蛋白(分子量为87 kDa)，N端疏水性信号肽序列在周质空间定位后被切除；Cti为细胞色素c类蛋白，含有血红素结合域，推测铁离子(Fe3+)在催化异构反应过程中发挥关键作用[58]。cti基因为组成型表达，细菌通过膜流动性调控UFA的顺式-反式异构化水平[58]。
反式UFA在恶臭假单胞菌中研究较多，在抗逆(如温度升高、有机溶剂、重金属、渗透压和作用于细胞膜的抗生素等)过程中发挥重要作用[59]。基于Cti序列的BLASTp分析发现，含有cti同源基因的细菌不多(5.5%)，且均为革兰阴性菌，而进化树分析主要包含3个分支，分别为假单胞菌属(Pseudomonas sp.)、弧菌属(Vibrio sp.)和假交替单胞菌属(Pseudoalteromonas sp.)，其他分支包括硝化单细胞属(Nitromonas sp.)等，但研究报道较少[60]。而编码Cti蛋白的细菌主要分布在海洋环境或污染环境，推测环境因素可能是影响cti基因在不同细菌中分布的重要原因。革兰阳性菌粪肠球菌FA2-2也能利用Cti合成少量反式UFA (1.6%)，但添加有机试剂、达托霉素(daptomycin)、氧化剂和EDTA都不能影响反式不饱和脂肪酸的含量，推测革兰阳性菌中反式UFA具有不同的合成机制与生物学功能[60]。
4 总结与展望由于细菌采用FAS Ⅱ途径合成脂肪酸，与真核生物的FAS Ⅰ途径有本质上的差异，因此FAS Ⅱ被公认为是重要的抗菌药物筛选靶点。UFA合成途径是FAS Ⅱ的重要组成部分，且UFA在调节细胞膜流动性等方面具有重要的生理功能，因此UFA合成途径长期被深入研究。总体上，细菌UFA合成可分为厌氧途径和需氧途径，不同细菌可采用一种途径或者多种途径合成UFA，而且UFA合成相关酶的理化特性都具有较大差异(表 1)。
表 1. 不同细菌中UFA合成多样性总结
Table 1. A summary of UFA synthetic pathways in different bacteria
| Pathways | Bacteria | References |
| Anaerobic pathway | ||
| FabA-FabB | E. coli | [13] |
| S. meliloti | [21] | |
| P. aeruginosa | [22] | |
| P. putida | [23] | |
| X. campestris pv. campestri | [24] | |
| FabN-FabO/FabF | En. faecalis | [25-26] |
| FabZ-FabM-FabF | S. pneumoniae | [27] |
| S. mutans | [28] | |
| FabQ-FabF | A. viridans | [29] |
| FabA-FabB/FabF | S. oneidensis | [30-31] |
| UfaA | N. gonorrhoeae | [32] |
| Aerobic pathway | ||
| Δ5-Des | B. subtilis | [36-37] |
| DesA/DesB | P. aeruginosa | [38-40] |
| A. baumannii | [41] | |
| DesA | S. meliloti | [42] |
| R. solanacearum | [43] | |
| Δ5-DesA/Δ10-DesB | B. cereus | [44] |
| Δ9-Des | Pseudomonas sp. A8 | [45] |
| P. putida | [46] | |
| FabX (NMO) | H. pylori | [48-49] |
模式菌株大肠杆菌采用FabA-FabB途径合成UFA，其中FabA催化3-羟基癸酰ACP脱水异构生成顺-3-癸烯酰ACP，并在FabB催化下与丙二酸单酰ACP聚合，最终生成长链UFA。虽然FabA-FaB类似途径在许多细菌中存在，但是许多革兰阳性菌采用不同的酶系催化该过程，如粪肠球菌采用FabN-FabO/FabF途径、肺炎链球菌和变形链球菌采用FabZ-FabM-FabF途径、绿色气球菌采用FabQ-FabF途径等，体现出UFA合成厌氧途径的多样性(表 1)。与之不同，一些细菌采用需氧途径合成UFA，利用脱饱和酶直接将膜磷脂中的SFA转变为UFA，从而调节细胞膜的流动性以应对环境压力。但不同细菌中脱饱和酶也有差异，在SFA的不同位置产生双键，在逆境胁迫和环境适应性等方面发挥功能。而幽门螺杆菌中硝基单加氧酶FabX也可利用氧气作为电子受体，催化癸酰ACP产生烯键，并最终生成合成UFA。
尽管一些细菌可采用厌氧途径和需氧途径合成UFA，但厌氧途径中关键基因敲除突变株为油酸营养缺陷型，而需氧途径关键基因敲除后细菌生长不受影响，因此在这些菌中厌氧途径是UFA主要合成途径，需氧途径在逆境耐受等过程发挥作用。但野油菜黄单胞菌明显不同，其基因组编码具有催化活性的FabA和FabB，但fabA和fabB敲除菌株生长无差异，能正常合成大量UFA，说明该菌株中FabA-FabB不是UFA合成关键途径。
虽然不同细菌的UFA合成机制陆续被报道，但仍有许多谜团需深入研究。淋病奈瑟氏菌的UfaA同源蛋白在厌氧菌和兼性厌氧菌中广泛存在，但其参与UFA合成的机制还未见报道，包括酶学特性、催化底物、催化机制等问题还有待揭示。野油菜黄单胞菌虽编码脱饱和酶同源蛋白DesA，但ΔfabAΔdesA双敲除菌株的生长和脂肪酸组成与野生菌均无显著性差异，证明该菌株中还有其他UFA合成机制有待研究。茄科雷尔氏菌中脱饱和酶Des途径也不是UFA合成的关键，其关键合成途径仍然未知。
由于UFA是细菌维持细胞膜正常功能的必需成分，而不同细菌中催化UFA合成的关键酶具有多样性，可作为选择性抗菌药物筛选的靶标，在抗菌药物研发方面具有巨大潜力，但相关研究仍处于起步阶段。以UFA合成厌氧途径关键酶FabA为靶标，已报道有共价抑制剂3-癸烯基-N-乙酰半胱胺和非共价抑制剂N42FTA，两者通过模拟底物进入FabA的活性口袋，堵住催化口袋，抑制催化活性[12]。但以UFA合成的需氧途径相关酶类为靶点的抗菌药物设计与筛选还鲜有报道，可能是由于细菌脱饱和酶为跨膜蛋白，还没有获得蛋白结晶，不利于药物筛选。而幽门螺杆菌FabX晶体结构与催化机制已阐明，为抗菌药物开发打下了基础，而且FabX在多种病原菌中广泛存在，可开发出广谱抗菌药物。而对同时具有UFA合成厌氧途径和需氧途径的病原菌，由于厌氧途径是UFA合成主要途径，因此以厌氧途径关键酶为靶点的抗菌药物应具有较好应用效果，若与针对需氧途径的抗菌药物联合使用，不仅能增强抗菌效果，还能有效降低耐药菌的出现。另一方面，利用细菌合成具有重要生理功能的多不饱和脂肪酸也值得深入探索，绿色气球菌中FabQ-FabB途径为多不饱和脂肪酸的合成提供了可能性，而将在不同脱饱和酶整合利用也可能获得多不饱和脂肪酸。
References
| [1] | CRONAN JE JR, ROUGHAN PG. Fatty acid specificity and selectivity of the chloroplast sn-glycerol 3-phosphate acyltransferase of the chilling sensitive plant, Amaranthus lividus[J]. Plant Physiology, 1987, 83(3): 676-680 DOI:10.1104/pp.83.3.676. |
| [2] | KANEDA T. Iso- and anteiso-fatty acids in bacteria: biosynthesis, function, and taxonomic significance[J]. Microbiological Reviews, 1991, 55(2): 288-302 DOI:10.1128/mr.55.2.288-302.1991. |
| [3] | SIX DA, YUAN YQ, LEEDS JA, MEREDITH TC. Deletion of the β-acetoacetyl synthase FabY in Pseudomonas aeruginosa induces hypoacylation of lipopolysaccharide and increases antimicrobial susceptibility[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2014, 58(1): 153-161 DOI:10.1128/AAC.01804-13. |
| [4] | YAO J, ROCK CO. Bacterial fatty acid metabolism in modern antibiotic discovery[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular and Cell Biology of Lipids, 2017, 1862(11): 1300-1309. |
| [5] | ASAI Y, MAKIMURA Y, KAWABATA A, OGAWA T. Soluble CD14 discriminates slight structural differences between lipid as that lead to distinct host cell activation[J]. The Journal of Immunology, 2007, 179(11): 7674-7683 DOI:10.4049/jimmunol.179.11.7674. |
| [6] | YU YH, HU Z, DONG HJ, MA JC, WANG HH. Xanthomonas campestris FabH is required for branched-chain fatty acid and DSF-family quorum sensing signal biosynthesis[J]. Scientific Reports, 2016, 6: 32811 DOI:10.1038/srep32811. |
| [7] |
马建荣, 余永红, 陈艺彩, 鄢明峰, 张文彬. 细菌中酶蛋白硫辛酰化途径研究进展[J]. 微生物学报, 2021, 61(8): 2278-2293.
MA JR, YU YH, CHEN YC, YAN MF, ZHANG WB. Advances in protein lipoylation pathways in bacteria[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2021, 61(8): 2278-2293 (in Chinese). |
| [8] | CRONAN JE JR. Advances in synthesis of biotin and assembly of lipoic acid[J]. Current Opinion in Chemical Biology, 2018, 47: 60-66 DOI:10.1016/j.cbpa.2018.08.004. |
| [9] | CHOI MH, XU J, GUTIERREZ M, YOO T, CHO YH, YOON SC. Metabolic relationship between polyhydroxyalkanoic acid and rhamnolipid synthesis in Pseudomonas aeruginosa: comparative 13C NMR analysis of the products in wild-type and mutants[J]. Journal of Biotechnology, 2011, 151(1): 30-42 DOI:10.1016/j.jbiotec.2010.10.072. |
| [10] | ZHU K, ROCK CO. RhlA converts β-hydroxyacyl-acyl carrier protein intermediates in fatty acid synthesis to the β-hydroxydecanoyl-β-hydroxydecanoate component of rhamnolipids in Pseudomonas aeruginosa[J]. Journal of Bacteriology, 2008, 190(9): 3147-3154 DOI:10.1128/JB.00080-08. |
| [11] | ZHANG YM, ROCK CO. Membrane lipid homeostasis in bacteria[J]. Nature Reviews Microbiology, 2008, 6(3): 222-233 DOI:10.1038/nrmicro1839. |
| [12] |
周甲申, 张琳, 张良. Ⅱ型脂肪酸生物合成途径机制和药物发现研究进展[J]. 化学学报, 2020, 78(12): 1383-1398.
ZHOU JS, ZHANG L, ZHANG L. Advances on mechanism and drug discovery of type-Ⅱ fatty acid biosynthesis pathway[J]. Acta Chimica Sinica, 2020, 78(12): 1383-1398 (in Chinese). |
| [13] | CAMPBELL JW, CRONAN JE JR. Bacterial fatty acid biosynthesis: targets for antibacterial drug discovery[J]. Annual Review of Microbiology, 2001, 55: 305-332 DOI:10.1146/annurev.micro.55.1.305. |
| [14] | ROCK CO, JACKOWSKI S. Forty years of bacterial fatty acid synthesis[J]. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2002, 292(5): 1155-1166 DOI:10.1006/bbrc.2001.2022. |
| [15] | LEESONG M, HENDERSON BS, GILLIG JR, SCHWAB JM, SMITH JL. Structure of a dehydratase-isomerase from the bacterial pathway for biosynthesis of unsaturated fatty acids: two catalytic activities in one active site[J]. Structure, 1996, 4(3): 253-264 DOI:10.1016/S0969-2126(96)00030-5. |
| [16] | GARWIN JL, KLAGES AL, CRONAN JE. Beta-ketoacyl-acyl carrier protein synthase Ⅱ of Escherichia coli. Evidence for function in the thermal regulation of fatty acid synthesis[J]. Journal of Biological Chemistry, 1980, 255(8): 3263-3265 DOI:10.1016/S0021-9258(19)85692-2. |
| [17] | HEATH RJ, ROCK CO. Roles of the FabA and FabZ β-hydroxyacyl-acyl carrier protein dehydratases in Escherichia coli fatty acid biosynthesis[J]. Journal of Biological Chemistry, 1996, 271(44): 27795-27801 DOI:10.1074/jbc.271.44.27795. |
| [18] | ROCK CO, CRONAN JE JR. Escherichia coli as a model for the regulation of dissociable (type Ⅱ) fatty acid biosynthesis[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Lipids and Lipid Metabolism, 1996, 1302(1): 1-16 DOI:10.1016/0005-2760(96)00056-2. |
| [19] | ZHANG YM, RAO MS, HEATH RJ, PRICE AC, OLSON AJ, ROCK CO, WHITE SW. Identification and analysis of the acyl carrier protein (ACP) docking site on β-ketoacyl-ACP synthase Ⅲ[J]. Journal of Biological Chemistry, 2001, 276(11): 8231-8238 DOI:10.1074/jbc.M008042200. |
| [20] | HEATH RJ, ROCK CO. Regulation of fatty acid elongation and initiation by acyl-acyl carrier protein in Escherichia coli[J]. Journal of Biological Chemistry, 1996, 271(4): 1833-1836 DOI:10.1074/jbc.271.4.1833. |
| [21] | XIAO XR, YU XY, KHOSLA C. Metabolic flux between unsaturated and saturated fatty acids is controlled by the FabA: FabB ratio in the fully reconstituted fatty acid biosynthetic pathway of Escherichia coli[J]. Biochemistry, 2013, 52(46): 8304-8312 DOI:10.1021/bi401116n. |
| [22] |
胡喆, 马金成, 蒋晶晶, 王海洪. 苜蓿中华根瘤菌fabA和fabB基因功能的鉴定[J]. 生物化学与生物物理进展, 2013, 40(11): 1148-1159.
HU Z, MA JC, JIANG JJ, WANG HH. Identification and function reasearch of fabA and fabB of Sinorhizobium meliloti[J]. Progress in Biochemistry and Biophysics, 2013, 40(11): 1148-1159 (in Chinese). |
| [23] | DONG HJ, WANG HH, CRONAN JE JR. Divergent unsaturated fatty acid synthesis in two highly related model pseudomonads[J]. Molecular Microbiology, 2023, 119(2): 252-261 DOI:10.1111/mmi.15018. |
| [24] | YU YH, CHEN C, MA JR, ZHANG YY, YAN MF, ZHANG WB, HU Z, WANG HH, MA JC. The FabA-FabB pathway is not essential for unsaturated fatty acid synthesis but modulates diffusible signal factor synthesis in Xanthomonas campestris pv. campestris[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2023, 36(2): 119-130 DOI:10.1094/MPMI-09-22-0182-R. |
| [25] | WANG HH, CRONAN JE JR. Functional replacement of the FabA and FabB proteins of Escherichia coli fatty acid synthesis by Enterococcus faecalis FabZ and FabF homologues[J]. Journal of Biological Chemistry, 2004, 279(33): 34489-34495 DOI:10.1074/jbc.M403874200. |
| [26] | DONG HJ, CRONAN JE JR. Temperature regulation of membrane composition in the Firmicute, Enterococcus faecalis, parallels that of Escherichia coli[J]. Environmental Microbiology, 2021, 23(5): 2683-2691 DOI:10.1111/1462-2920.15512. |
| [27] | MARRAKCHI H, CHOI KH, ROCH CO. A new mechanism for anaerobic unsaturated fatty acid formation in Streptococcus pneumoniae[J]. Journal of Biological Chemistry, 2002, 277(47): 44809-44816 DOI:10.1074/jbc.M208920200. |
| [28] | ALTABE S, LOPEZ P, de MENDOZA D. Isolation and characterization of unsaturated fatty acid auxotrophs of Streptococcus pneumoniae and Streptococcus mutans[J]. Journal of Bacteriology, 2007, 189(22): 8139-8144 DOI:10.1128/JB.01275-07. |
| [29] | BI HK, WANG HH, CRONAN JE JR. FabQ, a dual-function dehydratase/isomerase, circumvents the last step of the classical fatty acid synthesis cycle[J]. Chemistry & Biology, 2013, 20(9): 1157-1167. |
| [30] | LUO QX, LI M, FU HH, MENG Q, GAO HC. Shewanella oneidensis FabB: a β-ketoacyl-ACP synthase that works with C16: 1-ACP[J]. Frontiers in Microbiology, 2016, 7: 327. |
| [31] | LI M, MENG Q, FU HH, LUO QX, GAO HC. Suppression of fabB mutation by fabF1 is mediated by transcription read-through in Shewanella oneidensis[J]. Journal of Bacteriology, 2016, 198(22): 3060-3069 DOI:10.1128/JB.00463-16. |
| [32] | ISABELLA VM, CLARK VL. Identification of a conserved protein involved in anaerobic unsaturated fatty acid synthesis in Neiserria gonorrhoeae: implications for facultative and obligate anaerobes that lack FabA[J]. Molecular Microbiology, 2011, 82(2): 489-501 DOI:10.1111/j.1365-2958.2011.07826.x. |
| [33] | LOS DA, MURATA N. Structure and expression of fatty acid desaturases[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Lipids and Lipid Metabolism, 1998, 1394(1): 3-15 DOI:10.1016/S0005-2760(98)00091-5. |
| [34] | SHANKLIN J, CAHOON EB. Desaturation and related modifications of fatty acids[J]. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 1998, 49: 611-641 DOI:10.1146/annurev.arplant.49.1.611. |
| [35] | HALIM NFAA, ALI MSM, LEOW ATC, RAHMAN RNZRA. Membrane fatty acid desaturase: biosynthesis, mechanism, and architecture[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2022, 106(18): 5957-5972. |
| [36] | AGUILAR PS, CRONAN JE JR, de MENDOZA D. A Bacillus subtilis gene induced by cold shock encodes a membrane phospholipid desaturase[J]. Journal of Bacteriology, 1998, 180(8): 2194-2200 DOI:10.1128/JB.180.8.2194-2200.1998. |
| [37] | ALTABE SG, AGUILAR P, CABALLERO GM, de MENDOZA D. The Bacillus subtilis acyl lipid desaturase is a Δ5 desaturase[J]. Journal of Bacteriology, 2003, 185(10): 3228-3231 DOI:10.1128/JB.185.10.3228-3231.2003. |
| [38] | ZHU K, CHOI KH, SCHWEIZER HP, ROCK CO, ZHANG YM. Two aerobic pathways for the formation of unsaturated fatty acids in Pseudomonas aeruginosa[J]. Molecular Microbiology, 2006, 60(2): 260-273 DOI:10.1111/j.1365-2958.2006.05088.x. |
| [39] | KIM S, HA J, LEE H, LEE S, LEE J, CHOI Y, OH H, YOON Y, CHOI KH. Role of Pseudomonas aeruginosa DesB in adaptation to osmotic stress[J]. Journal of Food Protection, 2019, 82(8): 1278-1282 DOI:10.4315/0362-028X.JFP-18-507. |
| [40] | SCHWEIZER HP, CHOI KH. Pseudomonas aeruginosa aerobic fatty acid desaturase DesB is important for virulence factor production[J]. Archives of Microbiology, 2011, 193(3): 227-234 DOI:10.1007/s00203-010-0665-6. |
| [41] | ADAMS FG, POKHREL A, BRAZEL EB, SEMENEC L, LI LP, TRAPPETTI C, PATON JC, CAIN AK, PAULSEN IT, EIJKELKAMP BA. Acinetobacter baumannii fatty acid desaturases facilitate survival in distinct environments[J]. ACS Infectious Diseases, 2021, 7(8): 2221-2228 DOI:10.1021/acsinfecdis.1c00192. |
| [42] |
马金成, 周俊超, 吴楚云, 胡喆, 王海洪. 苜蓿中华根瘤desA基因功能的鉴定[J]. 生物化学与生物物理进展, 2015, 42(8): 740-749.
MA JC, ZHOU JC, WU CY, HU Z, WANG HH. Identification and function reasearch of desA of Sinorhizobium meliloti[J]. Progress in Biochemistry and Biophysics, 2015, 42(8): 740-749 (in Chinese). |
| [43] |
董会娟, 范志永, 况承伟, 李先其, 王海洪. 茄科雷尔氏菌脂酰CoA脱饱和酶和环丙烷脂肪酸合成酶的鉴定[J]. 生物化学与生物物理进展, 2018, 45(10): 1068-1077.
DONG HJ, FAN ZY, KUANG CW, LI XQ, WANG HH. Identification of acyl-CoA desaturase and cyclopropane fatty acid synthase in Ralstonia solanacearum[J]. Progress in Biochemistry and Biophysics, 2018, 45(10): 1068-1077 (in Chinese). |
| [44] | CHAZARRETA CIFRÉ L, ALEMANY M, de MENDOZA D, ALTABE S. Exploring the biosynthesis of unsaturated fatty acids in Bacillus cereus ATCC 14579 and functional characterization of novel acyl-lipid desaturases[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2013, 79(20): 6271-6279 DOI:10.1128/AEM.01761-13. |
| [45] | GARBA L, ALI MSM, OSLAN SN, RAHMAN RNZRA. Heterologous expression of PA8FAD9 and functional characterization of a Δ9-fatty acid desaturase from a cold-tolerant Pseudomonas sp. A8[J]. Molecular Biotechnology, 2016, 58(11): 718-728 DOI:10.1007/s12033-016-9971-9. |
| [46] | HEREDIA RM, LUCCHESI GI. Pseudomonas putida Δ9-fatty acid desaturase: gene cloning, expression, and function in the cationic surfactants stress[J]. Journal of Basic Microbiology, 2019, 59(5): 525-534 DOI:10.1002/jobm.201800595. |
| [47] | GARBA L, MOHAMAD YUSSOFF MA, ABD HALIM KB, ISHAK SNH, MOHAMAD ALI MS, OSLAN SN, RAHMAN RNZRA. Homology modeling and docking studies of a Δ9-fatty acid desaturase from a cold-tolerant Pseudomonas sp. AMS8[J]. PeerJ, 2018, 6: e4347 DOI:10.7717/peerj.4347. |
| [48] | BI HK, ZHU L, JIA J, ZENG LP, CRONAN JE JR. Unsaturated fatty acid synthesis in the gastric pathogen Helicobacter pylori proceeds via a backtracking mechanism[J]. Cell Chemical Biology, 2016, 23(12): 1480-1489 DOI:10.1016/j.chembiol.2016.10.007. |
| [49] | ZHOU JS, ZHANG L, ZENG LP, YU L, DUAN YY, SHEN SQ, HU JY, ZHANG P, SONG WY, RUAN XX, JIANG J, ZHANG YN, ZHOU L, JIA J, HANG XD, TIAN CL, LIN HW, CHEN HZ, CRONAN JE, BI HK, et al. Helicobacter pylori FabX contains a [4Fe-4S] cluster essential for unsaturated fatty acid synthesis[J]. Nature Communications, 2021, 12(1): 6932 DOI:10.1038/s41467-021-27148-0. |
| [50] | RAWLINGS M, CRONAN JE JR. The gene encoding Escherichia coli acyl carrier protein lies within a cluster of fatty acid biosynthetic genes[J]. Journal of Biological Chemistry, 1992, 267(9): 5751-5754 DOI:10.1016/S0021-9258(18)42616-6. |
| [51] | ZHU L, BI HK, MA JC, HU Z, ZHANG WB, CRONAN JE, WANG HH. The two functional enoyl-acyl carrier protein reductases of Enterococcus faecalis do not mediate triclosan resistance[J]. mBio, 2013, 4(5): e00613-00613. |
| [52] | GROGAN DW, CRONAN JE JR. Cyclopropane ring formation in membrane lipids of bacteria[J]. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 1997, 61(4): 429-441. |
| [53] | CRONAN JE, LUK T. Advances in the structural biology, mechanism, and physiology of cyclopropane fatty acid modifications of bacterial membranes[J]. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2022, 86(2): e0001322 DOI:10.1128/mmbr.00013-22. |
| [54] | HARI SB, GRANT RA, SAUER RT. Structural and functional analysis of E. coli cyclopropane fatty acid synthase[J]. Structure, 2018, 26(9): 1251-1258 DOI:10.1016/j.str.2018.06.008. |
| [55] | CHANG YY, CRONAN JE JR. Membrane cyclopropane fatty acid content is a major factor in acid resistance of Escherichia coli[J]. Molecular Microbiology, 1999, 33(2): 249-259 DOI:10.1046/j.1365-2958.1999.01456.x. |
| [56] | GLICKMAN MS, COX JS, JACOBS WR. A novel mycolic acid cyclopropane synthetase is required for cording, persistence, and virulence of Mycobacterium tuberculosis[J]. Molecular Cell, 2000, 5(4): 717-727 DOI:10.1016/S1097-2765(00)80250-6. |
| [57] | JIANG XQ, DUAN YY, ZHOU BS, GUO QQ, WANG HH, HANG XD, ZENG LP, JIA J, BI HK. The cyclopropane fatty acid synthase mediates antibiotic resistance and gastric colonization of Helicobacter pylori[J]. Journal of Bacteriology, 2019, 201(20): e00374-19. |
| [58] | MAUGER M, FERRERI C, CHATGILIALOGLU C, SEEMANN M. The bacterial protective armor against stress: the cis-trans isomerase of unsaturated fatty acids, a cytochrome-c type enzyme[J]. Journal of Inorganic Biochemistry, 2021, 224: 111564 DOI:10.1016/j.jinorgbio.2021.111564. |
| [59] | KONDAKOVA T, CRONAN JE JR. Transcriptional regulation of fatty acid cis-trans isomerization in the solvent-tolerant soil bacterium, Pseudomonas putida F1[J]. Environmental Microbiology, 2019, 21(5): 1659-1676 DOI:10.1111/1462-2920.14546. |
| [60] | KONDAKOVA T, KUMAR S, CRONAN JE JR. A novel synthesis of trans-unsaturated fatty acids by the Gram-positive commensal bacterium Enterococcus faecalis FA2-2[J]. Chemistry and Physics of Lipids, 2019, 222: 23-35 DOI:10.1016/j.chemphyslip.2019.04.010. |